豚鼠取材实验服务

一、实验前准备

1. ‌动物处理‌

• 需禁食24小时（不禁水）以减少消化道内容物干扰
  

• 处死方法优先选择击打头盖骨法（抓住尾部提起后用硬物猛击头部）或过量麻醉法（30倍麻醉剂量注射）
  

2. ‌器械准备‌

• 需备齐无齿镊、固定针及充氧营养液（37℃恒温）
  

• 电镜取材需预冷戊二醛固定液（1分钟内完成组织转移）
  

二、解剖取材流程

1. ‌体腔暴露‌

• 仰卧位固定后，沿腹中线剪开皮肤及肌肉层，向上剪开胸骨暴露胸腹腔
  

• 优先观察有无腹水或肉眼病变，记录脏器位置异常
  

2. ‌器官取材规范‌

• ‌消化系统‌：空腔脏器（如肠管）需沿肠系膜分离，平铺滤纸上固定；肠段标本通常取1.5cm，两端结扎线固定
  

• ‌肝胆系统‌：豚鼠胆囊需连胆管整体摘取，可沿长轴剖开分为两半使用
  

• ‌特殊部位‌：内淋巴囊取材需显微镜下经颅定位，组织学验证位置准确性
  

三、样本处理要点

1. ‌病理取材‌

• 病变组织需包含病灶全貌及交界区（如肿瘤需取转移灶和切缘）
  

• 标准取材尺寸建议1.5×1.5×0.5cm，避免挤压/刮抹损伤
  

2. ‌电镜样本‌

• 必须在离体1分钟内放入戊二醛固定液，器官取材部位要精确（如肾皮质而非髓质）
  

• 组织块厚度不超过1mm³，刀片需锋利避免人工假象
  

四、辅助技术

1. ‌活体采血‌

• 足背中静脉采血：酒精消毒后针刺静脉，采血后纱布压迫止血
  

• 心脏采血：方法与家兔采血相似，成年豚鼠平均可获2.5ml血液
  

2. ‌气道模型取材‌

• 变应性炎症模型需经气管行鼻腔/肺部灌洗，灌洗液回收率可达80%
  

五、注意事项

• 操作全程保持器械无菌，消化系统取材需用生理盐水冲洗粘液
  

• 电镜样本避免使用金属器械接触，建议用竹签转移组织
  

• 群居豚鼠需单独隔离后再取材，减少应激干扰